一、实验原理

    细胞培养可分为原代培养和传代培养。直接从体内获取的组织细胞进行培养为原代培养；当原代培养的细胞增殖达到一定密度后，则需要做再培养， 即将培养的细胞分散后，从一个容器以1：2或其他比率转移到另一个或几个容器中扩大培养，为传代培养，传代培养的累积次数就是细胞的代数。

    细胞冻存及复苏的基本原则是慢冻快融，实验证明这样可以限度的保存细胞活力。目前细胞冻存多采用甘油或DMS作保护剂，这两种物质能提高细胞膜对水的通透性，加上缓慢冷冻可使细胞内的水分渗出细胞外，减少细胞内冰晶的形成，从而减少由于冰晶形成造成的细胞损伤。复苏细胞应采用快速融化的方法，这样可以保证细胞外结晶在很短的时间内即融化，避免由于缓慢融化使水分渗入细胞内形成胞内再结晶对细胞造成损伤。

    二、实验方法

    材料：

    小鼠，生理盐水，100ml灭菌烧杯，15ml离心管，培养皿，滴管，无菌镊子、剪刀，筛网，泡沫板，大头针，酒精灯，培养瓶，培养 液，PBS，0.25%胰酶，超净工作台、二氧化碳培养箱、倒置显微镜，显微镜，计数板，离心机，恒温水浴箱，冰箱（4℃、-20℃、-70℃），液氮 罐，冻存管，冻存液，废液缸等。

    方法：

    （1）原代培养：

    1.取出小鼠后沥干酒精，放入超净台内，固定在泡沫板上。

    2.用镊子提起皮肤，用解剖剪剪开皮肤一个横切口，将皮肤向上撕开，然后剪开肌肉等，暴露出腹腔，在左侧找到脾脏，用弯头眼科镊取出脾脏，置于无菌培养皿中。

    3.用生理盐水将取出的脾脏清洗多次，并剔除多余无用的组织。

    4.将筛网置于平皿中，脾脏置于筛网上，用弯头镊镊住，轻轻在筛网上进行碾磨，同时不停滴加不含血清的培养液冲洗。

    5.将碾磨好的细胞悬液吸入至离心管中，离心（1000rpm,5min），吸去上清（去除血液等）。

    6.加入10ml培养液，吹打混匀，取样计数。

    7.将稀释好的细胞悬液分装于培养瓶中，轻轻摇晃混匀，在培养瓶上。

    面做好标志，注明细胞、组别及日期。然后将培养瓶置于二氧化碳培养箱中培养。

    （2）传代培养：

    1.倒置显微镜下观察细胞形态，确定细胞是否需要传代。

    2.培养液瓶打开后，过酒精灯火焰，置酒精灯火焰周围。

    3.拿出直头滴管，套上橡皮吸头，过火，放入培养液瓶中。

    4.打开培养瓶，瓶口过火，将培养瓶内的培养液轻轻倒入废液缸，用2-3mLPBS洗去残留的旧培养基。

    5.培养瓶加入0.25%胰酶，用量以薄薄盖满一层为宜，37℃消化，倒置显微镜下观察到细胞收回突起变圆时立即翻转培养瓶，使细胞脱离胰酶，然后将胰酶倒掉，加入少量的含血清的新鲜培养基。

    6.取弯头滴管反复吹打细胞使其脱壁并分散，再根据分传瓶数补加一定量的含血清的新鲜培养基，制成细胞悬液，然后分装到新培养瓶中。盖上瓶盖，适度拧紧后再稍回转，以利于C2气体的进入，将培养瓶放回C2培养箱。

    7.对半贴壁培养细胞，不需胰酶，直接吹打，加入新鲜培养基，然后分装到各瓶中。