国产超滤离心管如何使用？

【问】：超滤离心管想重复使用，请问如何清洗和保存？

最近使用超滤管，由于管子较贵，想重复用几次，但找不到可靠的资料。不知如何清洗和保存，比如有人说用DIE氮化钠，有人说用氢氧化钠，有人说用乙醇浸泡。莫衷一是。很急用。

【回答精要】

使用后用0.1M NaOH泡24h，然后20%乙醇浸泡保存。

这个我是听老板们说的，的确乙醇泡完后孔径会增大，基本就是5-10KD，也就是说如果你的蛋白在21KD以上，应该没问题。或者可以不用乙醇泡，用NaOH洗之后直接用无菌水保存，每周换一下液体，应该没有问题。

看看说明书不就结了！我原来在CRO的时候一直是重复用的，也没见什么不好啊！短期会用的话，用20%的乙醇泡着，回头拼命用millipore（其他可以替换的水也可以）的水充干净，然后在用样品缓冲液平衡一下就好，至于有些人说的改变孔径，也没那么大影响的，你至少跟目的蛋白分子量差别3倍的截留分子量才安全的不是吗?1个月以内不用的话，建议用100mM的NaOH保存！更长时间的话加0.02%的叠氮钠，但那个东西强致癌物，不建议使用。

理论上截留目标物，孔径应选1/3~1/5的膜；透过目标物，孔径应选5-10倍的膜。

【问】准备用超滤离心管从细胞培养上清液中浓缩蛋白，在园子里找到一些关于浓缩蛋白的一些帖子，但还有些问题还是向园子里的大虾请教一下。我们定的是Amicon Ultra 15ml（其他如果确定可以替换的也可以）规格的管子，不知道有没有谁以前做过的，有关于转速，时间给一些建议，另外细胞上清液离心前是否需要什么预处理？离心之后回收蛋白时怎么尽量减少损失？如果要把管子重复利用，NaoH清洗后，如何在20%的乙醇中保存？是将其浸到乙醇中防于4度，还是在管子中灌入乙醇？

【回答精要】

我用过5ml的管子，当时使用的转速是4000rpm 8min，可以把5ml的样品液浓缩到约200ul，这仅供参考，具体情况还要由您的样品决定。

我保存5ml管子的方法是把内管取出，浸泡于装有20％乙醇的烧杯中。四度保存。

该种管子可以脱盐浓缩但不宜根据截留半径做分离蛋白用。

我用的是3500g，4度离心，时间可以自己控制，取决于你最终的浓缩体积，我一般是200ul左右。

千万别一下离心时间太长，不同的蛋白浓缩的速度不同，有的需要长时间离心，有的则一下子就好。当然也和你的蛋白是否比较纯，所用的是什么buffer，还有蛋白的浓度有关系。所以离心时要先短些时间观察一下你的浓缩速度，不要一下子浓缩过了，甚至形成沉淀就得不偿失了。

另外其实他们的管子都设计的是一次性使用，所以如果想重复使用，不要离得速度太高，4000－4500RPM就差不多了，另外重复使用时要看看管壁上有没有裂纹，现在的管子好像不如从前的结实了。

用后把管子用纯水洗干净，离心少时，洗一下膜，再象propeg主任说的那样收起来即可。使用多次后若觉得有些堵，就可以用NaOH泡泡，离心几分钟，应该会有改善。

纯化多肽，截断分子量可以选10倍，纯化球蛋白，截断分子量可以选3倍，如管子要重复使用，转速设转速（G）的80％左右，不然时间长了塑料就裂了，膜也容易出问题。

离心后管子用MilliQ水清洗干净，浸泡在水中，4度保存就行了，不放心就放点防腐剂，但是这个管今后只能用来离心同类的样品哦。

超滤损失蛋白是正常的，样品体积大就分批离心，别搞的离心时间太长，样品里的杂质如果可能尽量在离心前去除一些。

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