文库产出低，该不该上机？
①样本丢失：细胞离心后在EP管中几乎不可见，弃去上清液时容易造成丢失。建议在细胞离心过程中，将EP管统一方向并标记细胞沉积位置，在沉淀对立面轻轻弃去上清，实验操作过程中避免剧烈涡旋振荡。
②不需要很纠结文库产出，能够达到上机标准的产出，且文库峰型符合ATAC文库峰型，便可以上机测序。增加扩增循环数，反而会导致dup 偏高。
ATAC文库在进行质检时，文库呈现什么样的分布是正常的分布？
转座酶会容易与核小体间隔部分的DNA接触，发生打断反应。构建成功的ATAC文库在2100峰图上会呈现明显的核小体的pattern特征峰，其中：
第一个在180-200bp的位置，属于核小体之间的区域（40＋136）bp
第二个在300-400 bp
第三个在500bp左右
如果有第四个会在700bp附近
核小体全长一般在180～200 bp，平均200 bp。其中，140多bp是直接盘绕在组蛋白八聚体核心外面，这些DNA不易被核酸酶消化；其余为核小体间区。不同组织、细胞，同一细胞染色体的不同区段，盘绕在组蛋白八聚体核心外面的DNA长度是不同的，如：真菌的可短至154bp、海胆精子的可长达260bp。
培养细胞进行ATAC-seq时支原体污染严重，使用支原体清除剂后，细胞是否能够继续进行建库？
支原体是原核生物，DNA呈裸露状态，当细胞被支原体感染，进行ATAC-seq实验时，裸露的DNA会被切割，扩增。使用支原体清除剂清除后，仍会有DNA残留，进行ATAC-seq实验捕获的开放区域占比少。存在污染时，污染会被放大。
Mapping 率低的原因与排查方案？
细胞培养或取样过程中，有时会出现样本被外源微生物污染的情况。ATAC建库基于Tn5转座酶切断开放DNA，而微生物基因组暴露程度高，相较真核宿主基因组更易发生转座反应。即使少量微生物污染，在所得文库中也会占据较大比例。
可以从以下方面进行排查：①确认细胞培养或实验过程中有无污染；②确认参考基因组是否选择正确；③分析unmapping数据比对的物种类型。
Dup Rate 值偏高分析
Dup Rate一般与建库中的PCR循环数相关。
①PCR扩增带有一定的偏好性和错配率，会影响最终形成文库的覆盖度和测序准确性；
②PCR本身对于不同GC含量的样本的扩增效率是不同的，PCR循环越多，扩增困难和扩增容易的片段之间相差就会越大，对应的分子多样性就会越低，dup就会增大；
③PCR本身在扩增的过程中可能会产生一些碱基的错配，错误的扩增可能会到出现与现有相同基因的结果，导致dup值升高。因此无需为获得更高的文库产量而设置过高的扩增循环数。
转录起始位点（TSS）附近的信号分布
转录活跃的基因的TSS往往处于开放状态，以保证转录因子可以结合。所以，NFR fragments（开放染色质中两个核小体之间的LinkerDNA片段）应该富集在转录起始位点（TSS）附近（图中黑色实线），而结合核小体的区域在TSS位置应该缺失且在TSS两侧相对富集（图中红色虚线）。
ATAC-seq 文库是否可以兼容华大平台测序？怎么做？
ATAC文库可以兼容 Illumina和 MGI测序，且已验证所分析的下机数据结果一致。
上机测序方案：ATAC文库构建后，使用转化试剂转化为华大文库，随后进行环化上机。
测序策略：推荐使用PE150。PE150为双端测序，SE50为单端测序，由PE150测序所获得的有效片段信息较SE50更多，因此获得的数据更优。
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