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EasySep™HLA嵌合全血骨髓正选试剂盒
¥5713.2Stemcell EasySep™人CD2正选试剂盒II
¥5713.2EasySep™HLA嵌合全血CD66b正选试剂盒
¥6375.6EasySep™ HLA嵌合全血CD15正选试剂盒
¥6554.4EasySep™ 人全血CD34正选试剂盒II
¥5157.6EasySep™HLA嵌合血沉棕黄层CD14正选试剂盒
¥5072.4Stemcell EasySep™ 人CD138正选试剂盒II
¥5854.8Stemcell EasySep™ 人CD33正选试剂盒II
¥5667.6EasySep™HLA嵌合血沉棕黄层CD56正选试剂盒
¥5072.4EasySep™ HLA嵌合全血CD19 正选试剂盒
¥5755.2EasySep™HLA 嵌合全血淋巴细胞正选试剂盒
¥5187EasySep™HLA嵌合全血CD3正选试剂盒
¥6210mTeSR™1(85850)——超多文献支持的“金标准”
STEMCELL mTeSR™1 人ES/iPS细胞培养基是一款专为培养人类多能干细胞(hPSC)设计的无血清、无饲养层细胞培养基。其配方和经过优化的成分组合,确保了hPSC的长期、稳定且高效的增殖,同时保持了细胞的原始特性和分化潜能。
在mTeSR™1中维持培养的人ES和iPS细胞:
•表型一致,核型正常
• 高表达多种未分化多能干细胞的基因(例如OCT4,SSEA-3,SSEA-4, TRA-1-60, TRA-1-81和NANOG)
• 可形成包含三个胚层细胞的畸胎瘤
• 可定向分化成为所有三个胚层的成熟细胞类型(例如,中胚层,内胚层和外胚层)
• 从饲养层依赖的培养体系转换时不需要适应期(例如没有细胞产率低的时期)
• 兼容生物反应器和悬浮培养
实验数据:
未分化的人ES细胞(图1A和图2A)和iPS细胞(图3A和图4A)在mTeSR™1中培养,形成紧密的多细胞集落,具有清晰的边界。细胞间紧密的堆积起来,具有高核质比,且核仁显著。健康的集落会无缝的融合起来,在中心有多层细胞,在相衬显微镜下观察, 成紧密的细胞簇。mTeSR™1中培养的集落在Vitronectin XF™上生长时更紧密且更圆(图1和图3),而使用Corning® Matrigel®生长的集落则较为分散且形状不规则。 在这两种基质上,自发性分化的特征表现为失去集落边界的完整性,一个集落内有不规则的细胞形态区域,或者出现其他的细胞类型等(图1B,图2B,图3B)。
图1. 在 Vitronectin XF™上和mTeSR™1中培养的人ES细胞的形态特征。(A)最佳传代时的未分化的人ES细胞(H1和H9) 。(B) 两个未分化的H1集落中间出现自发性分化的区域(橙色圈中)。图像使用了三种放大倍率:20X,40X和400X。
图2. 在Corning® Matrigel®和mTeSR™1中培养的人ES的形态特征。(A) 最佳传代时期未分化的人ES细胞(H1和H9)。(B)在一个未分化的H1集落旁边自发性分化的区域(橙色圈中)。图像使用了三种放大倍率: 20X, 40X和400X。
图3. 在Vitronectin XF™和mTeSR™1中培养的人iPS细胞的形态特征。(A) 最佳传代时期未分化的人iPS 细胞细胞(WLS-4D1和WLS-1C)。(B) 在两个未分化WLS-1C集落中间出现的自发性分化区域 (橙色圈中)。 图像使用了三种放大倍率:20X, 40X和400X。
图4. 在Corning® Matrigel®和mTeSR™1中培养的人iPS细胞的形态特征。(A) 最佳传代时期未分化的人iPS细胞(WLS-4D1和WLS-1C)。(B) 未分化WLS-1C集落边界旁的自发性分化区域(橙色圈中)。图像使用了三种放大倍率:20X,40X和400X。
产品特征:
1. 无血清配方:不含动物源成分,降低了病毒和微生物污染的风险,提高了实验的稳定性和可靠性。
2. 无饲养层细胞:无需额外的饲养层细胞,简化了实验操作,降低了成本。
3. 高效增殖:mTeSR™1培养基能够有效促进hPSC的增殖,同时保持细胞的原始特性和分化潜能。
4. 长期稳定性:经过长时间的实验验证,mTeSR™1培养基在多次传代后仍能维持hPSC的稳定性和活性。
5. 易于使用:方便的包装和清晰的使用说明,使得该培养基在实验室中易于使用和管理。
应用领域:
STEMCELL mTeSR™1 人ES/iPS细胞培养基广泛应用于人类多能干细胞的基础研究、药物筛选、再生医学和细胞治疗等领域。它能够帮助研究人员更好地理解hPSC的生物学特性,推动相关领域的科学研究和技术发展。
相关文献:
1. Ludwig TE et al. (2006) Derivation of human embryonic stem cells in defined conditions. Nat Biotechnol 24(2): 185–7.
2. Ludwig TE et al. (2006) Feeder-independent culture of human embryonic stem cells. Nat Methods 3(8): 637–46.
3. Yu J et al. (2007) Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science 318(5858): 1917–20.
4. Masaki H et al. (2007) Heterogeneity of pluripotent marker gene expression in colonies generated in human iPS cell induction culture. Stem Cell Res 1(2): 105–15.
5. Sun N et al. (2009) Feeder-free derivation of induced pluripotent stem cells from adult human adipose stem cells. Proc Natl Acad Sci USA 106(37): 15720–5
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